Le mimétisme primordial induit un changement morphologique chez Escherichia coli

Communications Biology volume 5, Article number: 24 (2022) Citer cet article

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La morphologie des cellules primitives a fait l'objet de nombreuses recherches. Une forme sphérique était généralement présumée dans les études prébiotiques, mais manquait de preuves expérimentales dans les cellules vivantes. On ne sait pas si et comment la forme des cellules vivantes a changé. Ici, nous avons exposé la bactérie en forme de bâtonnet Escherichia coli à un régime d'utilisation des ressources imitant un environnement primordial. L'oléate a été donné comme nutriment prébiotique modèle facile à utiliser, car des vésicules d'acides gras étaient probablement présentes sur la Terre prébiotique et auraient pu être utilisées comme ressource énergétique. Six lignées évolutives ont été générées dans des conditions riches en vésicules d'acide oléique (OAV) sans glucose. Curieusement, l'augmentation de la condition physique était généralement associée au changement morphologique de la tige à la sphère et aux diminutions de la taille et du rapport surface / volume de la cellule. La forme cellulaire modifiée a été conservée dans les OAV ou le glucose, quels que soient les compromis en matière d'utilisation du carbone et d'abondance des protéines. Des mutations hautement différenciées présentes dans le génome ont révélé deux stratégies distinctes d'adaptation aux conditions riches en OAV, c'est-à-dire cibler directement ou non la paroi cellulaire. Le changement de morphologie cellulaire d'Escherichia coli pour s'adapter à la disponibilité des acides gras soutient l'hypothèse de la forme sphérique primitive.

L'exploration de la forme des cellules primitives est cruciale pour comprendre l'origine de la vie, car elle limite globalement les caractéristiques physiques et chimiques d'une cellule1,2. Les études sur l'origine de la vie se sont généralement concentrées sur les réactions biochimiques avec des blocs de construction moléculaires dans la chimie prébiotique et sur l'essentialité de l'information génétique dans la biologie synthétique3,4,5,6. Les voies possibles vers l'origine de la vie et le développement ultérieur vers le dernier ancêtre commun universel (LUCA) ont été intensivement étudiées7,8,9. La synthèse réussie de polynucléotides à partir de nucléotides uniques10 et la réplication d'ADN/ARN dans les vésicules11,12 ont révélé les mécanismes par lesquels les composants biochimiques fonctionnent dans les protocellules. La construction réussie de génomes synthétiques13,14,15 et de génomes réduits16,17,18,19 a exploré les exigences génétiques minimales des cellules modernes. Ces études ont fourni des informations fructueuses et des modèles précieux concernant les éléments constitutifs et les exigences génétiques, éventuellement pour les cellules primitives ; cependant, la morphologie primitive a été peu étudiée.

La forme cellulaire primitive reste inconnue. Certaines morphologies, c'est-à-dire les formes et/ou les tailles, sont cruciales pour la vie cellulaire, car elles fournissent un espace fermé pour que les blocs de construction fonctionnent correctement et pour que le matériel génétique remplisse ses fonctions biologiques1,20,21. Compte tenu de la simplicité des éléments constitutifs responsables de la vie cellulaire primitive, une structure sphérique a été supposée et a été utilisée dans des protocellules modèles pendant des décennies dans des études sur l'origine de la vie. C'est pourquoi les compartiments de forme sphérique, par exemple les vésicules et les gouttelettes22,23,24, sont couramment utilisés pour imiter les protocellules25,26,27. Cependant, pourquoi une cellule primitive peut avoir été sphérique et si les sphères étaient énergétiquement ou thermodynamiquement préférées par les cellules primitives sont encore des questions ouvertes. Puisqu'une cellule primitive est supposée n'avoir eu aucune paroi cellulaire, elle aurait pu facilement prendre une forme sphérique, comme le protoplaste à peu près sphérique. De plus, les formes des cellules modernes, par exemple les bactéries, ont été étudiées uniquement sur la base de l'homologie du génome28. Comme l'une des démonstrations expérimentales, les bactéries de forme L ont montré des morphologies irrégulières dues à des déficiences dans la paroi cellulaire29,30. La plupart des bactéries modernes ont une machinerie de synthèse membranaire31, qui doit avoir surgi au cours de l'évolution pour conserver leur forme, par exemple la forme en bâtonnet, dans plusieurs genres microbiens. En conséquence, la cellule primitive sans aucune membrane et/ou paroi cellulaire évoluée aurait pu être de forme sphérique32, mais des preuves expérimentales sur la forme des cellules primitives sont nécessaires.

Pour acquérir de telles preuves expérimentales, une évolution expérimentale avec des cellules vivantes modernes en laboratoire, induite en imitant le régime de ressources des environnements primordiaux, a été réalisée comme un essai de dévolution33. Tout d'abord, des vésicules d'acide oléique (OAV) ont été ajoutées en tant que nutriment prébiotique modèle facile à utiliser pour imiter les ressources disponibles dans les environnements primordiaux. La composition chimique de l'environnement primordial pour la croissance des cellules primitives est restée controversée34,35. On pensait que les premières formes de vie cellulaires consommaient les vésicules d'acides gras environnantes pour leur croissance lorsque de petites molécules facilement biodégradables étaient utilisées dans la soupe prébiotique36,37. Les vésicules d'acides gras étaient probablement les principaux composants présents sur la Terre prébiotique38 et ont été adoptées comme membranes modèles des protocellules39. En tant que modèle représentatif de vésicules d'acides gras, les vésicules d'acide oléique (OAV) peuvent être utilisées comme une ressource de carbone pour le début de la vie. Deuxièmement, E. coli est utilisé comme modèle cellulaire, car il s'agit de la bactérie la plus représentative de la forme de bâtonnet stable40,41. Le changement morphologique d'E. coli de la tige au filament est signalé comme une réponse au stress à la famine42, ce qui suggère qu'E. coli est capable de changer de forme face à une utilisation inadaptée des ressources. De plus, E. coli se développe mal sur l'acide oléique, qui est mortel pour d'autres bactéries modèles, par exemple, Bacillus subtills43,44,45,46. Ce résultat indique que l'adaptation évolutive d'E. coli aux OAV (en tant que dérivés de l'acide oléique) est réalisable dans le délai expérimental. Enfin, l'évolution expérimentale d'E. coli a utilisé les OAV comme seule source de carbone, remplaçant le glucose couramment utilisé. Dans la présente étude, nous avons étudié si et comment E. coli s'adapte dans un environnement riche en OAV. Nous avons également évalué comment la morphologie cellulaire change au cours de l'évolution expérimentale dans cette condition.

La souche de laboratoire E. coli MDS42ΔgalK :: Ptet-gfp-kan a été utilisée comme modèle cellulaire car le petit génome sans IS de MDS42 était bénéfique pour l'analyse précise du reséquençage du génome, et la gfp (protéine fluorescente verte) incorporée dans les chromosomes était pratique comme indicateur pour la détection des cellules et l'analyse de la population. Nous avons fait évoluer six populations d'E. coli dans des milieux supplémentés en glucose ou en OAV pendant environ 500 générations (Fig. 1A et données supplémentaires 1). Le transfert en série a été effectué tout en maintenant la phase de croissance exponentielle (Fig. 1A supplémentaire) et les cultures quotidiennes ont été soumises à une cytométrie en flux d'imagerie pour évaluer quantitativement la concentration cellulaire, la morphologie cellulaire et l'abondance des protéines cellulaires (Fig. 1B supplémentaire). Les six lignées (L31, 32, 9 ~ 12), à partir d'un initiateur commun (Ori), ont progressivement augmenté leur taux de croissance au fil des générations en présence d'OAV (Fig. 1A, en haut). La forme physique généralement améliorée des six populations (L #) a démontré que les cellules d'E. coli étaient capables d'utiliser les OAV comme source de carbone, ce qui était probablement une adaptation à l'environnement de type primordial riche en vésicules d'acides gras. En comparaison, l'évolution expérimentale parallèle du glucose (G31, 32, 9 ~ 12) a présenté des taux de croissance plus élevés que ceux observés dans les groupes OAV mais une dynamique similaire à celle des groupes OAV (Fig. 1A, en bas). Curieusement, l'ampleur de l'amélioration de la condition physique en présence d'OAV était équivalente à celle du glucose (Fig. 1B, en haut), car les changements de pli dans les taux de croissance des populations évoluées (Evo) et d'origine (Ori) n'étaient pas significatifs entre les groupes OAV et glucose (p = 0, 1). Cela a démontré que l'évolution expérimentale d'une bactérie moderne en laboratoire, induite en mimant la disponibilité en carbone d'un environnement primordial, était applicable et comparable à l'évolution dans un environnement régulier avec du sucre comme source de carbone.

A Changements dans le taux de croissance. Une culture sur trois de dilutions variées a été sélectionnée pour le transfert en série suivant. Le taux de croissance de la culture sélectionnée a été utilisé pour évaluer les changements temporels. La régression logarithmique des changements temporels est représentée par la courbe continue rouge. Modifications du pli B dans la croissance et la forme des cellules médiées par l'évolution expérimentale. Les panneaux supérieur et inférieur représentent les changements de pli du taux de croissance et du rapport d'aspect, respectivement. Les changements de pli ont été calculés comme les rapports entre les populations de point final (L # et G #) et l'Ori. Les boîtes à moustaches indiquent les distributions des changements de pli, dans lesquelles les six lignées sont indiquées par des cercles ouverts. La signification statistique est indiquée par les valeurs p. C Modifications de la forme de la cellule. La forme cellulaire, c'est-à-dire le rapport d'aspect, des populations de cellules transférées est indiquée par rapport à celles de (A). Les moyennes et les écarts types ont été calculés à partir de 10 000 cellules soumises à la cytométrie en flux d'imagerie, et ils sont représentés par des lignes noires horizontales et verticales, respectivement. La régression logarithmique des changements temporels est représentée par la courbe continue rouge. Les étiquettes des six lignées évoluées dans les OAV (L#) et le glucose (G#) sont indiquées.

On a analysé si l'aptitude à la croissance améliorée était associée à des changements morphologiques. La forme de la cellule a été évaluée par le rapport d'aspect, qui représentait le rapport de longueur des axes majeurs et mineurs de la cellule ; c'est-à-dire que plus le rapport d'aspect était proche de 1, plus la cellule était sphérique. Une augmentation progressive du rapport d'aspect moyen de la population cellulaire (L #) a été couramment observée dans les lignées évoluées dans les OAV (Fig. 1C, en haut), contrairement à ce qui s'est produit dans les lignées évoluées dans le glucose (G #) (Fig. 1C, en bas). Bien que l'évolution expérimentale ait augmenté le rapport d'aspect indépendamment de la source de carbone (changements de facteur d'Evo à Ori> 1), l'ampleur du changement dans les OAV était significativement plus grande (p = 0, 01) que celle du glucose (Fig. 1B, en bas). La morphologie cellulaire a été confirmée par imagerie unicellulaire (Fig. 2 et Fig. 2 supplémentaire). Les cellules qui ont évolué dans le glucose (G #) ont conservé une forme de bâtonnet (Fig. 2B), similaire à celle des cellules Ori (Fig. 2A). En revanche, ceux qui ont évolué dans les OAV étaient tous plus courts et plus épais que ceux qui ont évolué dans Ori, et certains d'entre eux étaient presque sphériques, qu'ils soient cultivés dans des OAV ou du glucose (Fig. 2C). Ces résultats démontrent qu'E. coli en forme de bâtonnet, qui conserve généralement sa forme tout en métabolisant le glucose, est devenu plus proche de la forme sphérique une fois adapté aux OAV.

A Images unicellulaires de l'Ori dans le glucose et les OAV. B Les six lignées évoluées dans le glucose ou les OAV (C) sont présentées sur deux échelles de taille. Les barres d'échelle sont indiquées. Les panneaux supérieur et inférieur en (C) indiquent les lignées évoluées dans les OAV nouvellement cultivées dans les OAV et le glucose, respectivement.

Seule la forme cellulaire était hautement coordonnée avec les augmentations de fitness, bien que la fluctuation d'autres caractéristiques morphologiques, c'est-à-dire la surface et le volume de la cellule, se soit produite au cours de l'évolution (Fig. 3 supplémentaire). Les changements de taux de croissance étaient fortement corrélés à ceux du rapport d'aspect et de la longueur, qui étaient universellement observés dans toutes les lignées évoluées dans les OAV (Fig. 3A et données supplémentaires 2), contrairement à la faible corrélation dans les lignées évoluées dans le glucose (Fig. 3B et données supplémentaires 3). L'augmentation de la forme physique était étroitement associée aux changements de forme des cellules, ce qui indiquait que la consommation d'OAV obligeait les cellules à passer de bâtonnets à sphères. Dans l'ensemble, l'environnement de laboratoire imitant le régime carboné d'un environnement primordial fournit des preuves expérimentales de la sphéricité des cellules entourées de vésicules d'acides gras, ce qui soutient la spéculation de cellules primitives sphériques sur la Terre prébiotique.

La signification statistique des coefficients de corrélation entre deux des six caractéristiques, qui représentaient la croissance et la morphologie, est indiquée dans la carte thermique. Le dégradé de couleur du jaune au bleu indique une signification statistique. Le bleu et le violet sont très significatifs. Les six caractéristiques croissance, aspect, longueur, largeur, logArea et logVol. représentent le taux de croissance, le rapport hauteur/largeur, la longueur relative des cellules (L), la largeur relative des cellules (W) et les logarithmes de la surface (A) et du volume cellulaire calculé (V), respectivement. Les six lignées évoluées dans les OAV (A) ou le glucose (B) sont indiquées. Les données calculées sont résumées dans les données supplémentaires 2 et les données supplémentaires 3.

La forme sphérique obtenue lors de l'adaptation aux OAV semblait être stable lorsque les cellules étaient cultivées en présence à la fois d'OAV et de glucose (Fig. 2C), de sorte que la sphéricité pouvait être maintenue à l'état d'équilibre a été analysée plus en détail. Les rapports d'aspect des six Evos, évolués dans les OAV, à l'état d'équilibre sont tous restés supérieurs à ceux des Ori, indépendamment de la concentration d'OAV (0, 035 à 3, 5 mM) dans le milieu (Fig. 4A), indiquant des changements conservés dans la forme cellulaire. Des changements dans la forme cellulaire de ces Evos ont également été observés dans des conditions de supplémentation en glucose. Le rapport d'aspect de ces Evos est resté supérieur à celui d'Ori pour toutes les concentrations de glucose (0, 105 à 10, 5 mM, car les OAV transportent trois fois plus d'atomes de carbone que le glucose) (Fig. 4B). Le changement de forme cellulaire des bâtonnets aux sphères a été conservé, quelle que soit la source de carbone. Bien que l'évolution expérimentale ait été effectuée dans la phase de croissance exponentielle, la morphologie modifiée était susceptible d'être fixée indépendamment de la phase de croissance.

La forme cellulaire, représentée par le rapport d'aspect moyen, en présence d'OAV (A) ou de glucose (B) est montrée. Les Ori et les Evos sont respectivement indiqués par des cercles bleus et incolores. Les cercles gris (graduation du gris clair au gris foncé) indiquent les six lignées. Les erreurs standard des répétitions biologiques (N > 5) sont indiquées. Les boîtes à moustaches du rapport d'aspect moyen, de la longueur moyenne des cellules, de la surface logarithmique moyenne et du volume des populations de cellules sont indiquées en (C – F), respectivement. Les tests individuels sont indiqués par des cercles, qui correspondent aux données de la Fig. 4 supplémentaire. Les médianes et les moyennes des taux de croissance sont représentées respectivement par des lignes et des croix à l'intérieur de la boîte. La signification statistique est indiquée par la valeur p. La signification de la variation de couleur est indiquée.

De plus, les cellules E. coli évoluées dans les OAV sont restées plus courtes et plus petites (c'est-à-dire la surface et le volume) que les cellules Ori, quelle que soit la concentration d'OAV (Fig. 4 supplémentaire, en haut). Le passage à une taille plus petite dans les conditions sans glucose était cohérent avec les résultats selon lesquels l'évolution expérimentale dans des conditions riches en glucose avait tendance à adapter les cellules d'E. coli plus grandes47. Des changements hautement significatifs et conservés dans la morphologie cellulaire ont été identifiés, même lorsque les lignées évolutives et l'abondance d'OAV ont été ignorées (Fig. 4C – F, en haut). Cependant, seuls les changements de forme cellulaire sont restés conservés une fois que les cellules E. coli ont évolué dans les OAV ont été cultivées avec du glucose (Fig. 4C – F, en bas). La longueur et la taille des cellules dépendaient en quelque sorte de la concentration de glucose (Fig. 4 supplémentaire, en bas). Les changements de forme cellulaire vers la forme sphérique plutôt que d'autres caractéristiques morphologiques étaient très cruciaux pour que E. coli utilise les OAV comme seule source de carbone. Jusqu'à présent, on ne sait pas si et comment les OAV ont eu un impact sur la morphologie cellulaire par le métabolisme médié par la machinerie moléculaire, car l'évolution à court terme des OAV et l'évolution à long terme du glucose entraînent des changements dans la taille des cellules. Alternativement, les modifications de la forme des cellules pourraient être partiellement attribuées aux modifications de la capacité de la membrane plasmique d'E. coli causées par le passage de la source de carbone du glucose aux OAV, car les modifications de la synthèse des acides gras dues à une telle altération nutritionnelle pourraient influencer la capacité de l'enveloppe cellulaire, affectant ainsi la taille et la morphologie des cellules49.

Un compromis évolutif dans l'utilisation du carbone a été identifié, car des compromis ont souvent eu lieu dans l'éco-évolution50,51 et l'évolution expérimentale52,53. L'efficacité d'utilisation du carbone était représentée quantitativement par la capacité de charge, c'est-à-dire la concentration cellulaire maximale (Fig. 5 supplémentaire) par unité de source de carbone. Les capacités de charge des Evos (évoluées dans les OAV) ont montré des augmentations grossières avec les OAV et des diminutions avec le glucose par rapport à celles des Ori (Fig. 5A). Bien que les compromis dépendent de la richesse de la source de carbone et diffèrent légèrement entre ces Evos, une analyse théorique supplémentaire au moyen d'une régression polynomiale cubique a clairement démontré que l'efficacité d'utilisation du carbone était largement améliorée pour les OAV mais diminuée ou inchangée pour le glucose (Fig. 6 supplémentaire).

Une capacité de charge. La taille maximale de la population (cellules/mL) par unité (mM) de source de carbone (OAV ou glucose) est indiquée. Les Ori et Evos (évolués en OAV) sont respectivement indiqués par des cercles bleus et incolores. Les cercles gris (graduation du gris clair au gris foncé) indiquent les six lignées. Les erreurs standard des réplications biologiques (N > 5) sont indiquées. B Abondance des protéines cellulaires. La concentration en protéines cellulaires est représentée par GFP/V sur l'échelle logarithmique. Les Ori et Evos (évolués en OAV) sont respectivement indiqués par des cercles verts et incolores. La gradation du gris clair au gris foncé indique les six lignées. Les erreurs standard des répétitions biologiques (N > 5) sont indiquées.

Le compromis sur la capacité de charge était lié au compromis sur l'abondance des protéines cellulaires. L'abondance de protéines cellulaires a été rapportée par une protéine de fluorescence verte (GFP) exprimée en continu qui était codée de manière chromosomique54. Le compromis en abondance de protéines cellulaires s'est produit dans le sens inverse de celui de la capacité d'utilisation du carbone; c'est-à-dire que les concentrations de GFP des Evos ont été réduites avec les OAV mais augmentées avec le glucose par rapport à celles des Ori (Fig. 5B). Les concentrations réduites de GFP pourraient être causées par les taux de croissance accrus dus à l'effet de dilution55. D'autre part, les concentrations de GFP pourraient être augmentées en raison de la taille réduite des cellules E. coli évoluées dans les OAV. Étant donné que non seulement l'abondance relative, mais également la quantité totale de GFP ont été réduites avec l'ajout d'OAV (Fig. 7 supplémentaire), c'est la diminution de la biosynthèse des protéines (c'est-à-dire la transcription et la traduction) plutôt que l'augmentation du taux de dilution causée par l'augmentation de la croissance qui a causé la réduction des concentrations de protéines lorsque ces Evos utilisaient les OAV comme source de carbone. Le gain de forme physique pourrait être attribué à la biosynthèse peu coûteuse des protéines pour un catabolisme peu coûteux du carbone lors de la consommation d'OAV.

Le rapport d'aspect élevé a probablement été causé par les changements de longueur de la cellule, car la longueur moyenne, c'est-à-dire le grand axe de la cellule, est devenue plus courte, tandis que la largeur est restée la même (Fig. 8 supplémentaire). Ce sont peut-être les changements de taille de cellule attribués à la longueur de cellule raccourcie et non l'effet de diffusion médié par la largeur de cellule qui ont aidé les cellules à utiliser les OAV. En plus de la forme cellulaire (c'est-à-dire le rapport d'aspect), la surface (A) et le volume (V) des cellules ont été analysés. Les rapports surface/volume (A/V) ont été significativement diminués avec la supplémentation en OAV (Fig. 6A et Fig. 9 supplémentaire), ce qui indique que les changements de forme cellulaire des bâtonnets aux sphères ont réduit la surface cellulaire à un degré supérieur au volume cellulaire. Comme on pensait que les sphères présentaient un rapport A/V plus petit que les bâtonnets56, les prédictions théoriques suggèrent qu'elles pourraient entraver la diffusion de petites molécules de l'environnement57,58. La forme de la tige avec son rapport A/V plus élevé a été supposée être avantageuse pour l'utilisation de petites molécules, par exemple le glucose, mais pas pour les grosses molécules, par exemple les acides oléiques. Alternativement, le petit rapport A/V n'a pas inhibé l'utilisation des acides gras58, et la forme sphérique était neutre pour l'utilisation des OAV. Fait intéressant, les Ori et les Evos (évolués en OAV) ont augmenté le rapport A/V face au remplacement d'une source de carbone, qui était censée être adaptée au glucose et aux OAV, respectivement. Lorsqu'ils ont été cultivés dans des conditions inadaptées, c'est-à-dire les Ori dans les OAV et les Evos dans le glucose, ils ont tous augmenté les rapports A/V comme stratégie d'adaptation de premier choix. Les rapports A/V des Evos ont été augmentés en glucose (Fig. 6A, noir) pour être comparables au rapport des Ori en glucose. Bien que l'on sache que les cellules devenaient plus grandes avec l'augmentation des nutriments49,59, il n'était pas clair si la condition riche en glucose était une augmentation des nutriments pour les Evos, qui ont évolué dans les OAV. Les cellules E. coli adaptées aux OAV favorisent probablement des rapports A/V plus importants dans le glucose que dans les OAV pour une meilleure diffusion du glucose, afin d'améliorer l'utilisation du glucose. Le rapport A/V de l'Ori a été augmenté sous supplémentation en OAV (Fig. 6A. bleu), bien qu'il n'ait pas été bénéfique. L'augmentation du rapport A / V semblait être le premier choix d'adaptation, car la plupart des lignées présentaient des rapports A / V accrus au début de l'évolution (Fig. 10 supplémentaire).

A Boîtes à moustaches des rapports surface/volume. Les Ori (bleu) et Evos (noir) cultivés en présence d'OAV (boîtes ombragées) ou de glucose (boîtes ouvertes) sont présentés. Les rapports moyens surface/volume (A/V) des populations cellulaires (mesures) sont indiqués par des cercles. Les médianes et les moyennes des rapports A/V moyens sont représentées respectivement par des lignes et des croix à l'intérieur de la boîte. La signification statistique est indiquée par la valeur p. B Taux de croissance du glucose. Le bleu et le noir indiquent respectivement les Ori et les Evos. Les taux de croissance des mesures répétées sont indiqués par des cercles. Les médianes et les moyennes des taux de croissance sont représentées respectivement par des lignes et des croix à l'intérieur de la boîte. La signification statistique est indiquée par la valeur p.

De plus, les rapports A / V légèrement mais significativement augmentés n'ont pas amélioré l'utilisation du glucose, mais ont augmenté le taux de croissance du glucose, quelle que soit la concentration en glucose ou la lignée évolutive (Fig. 6B et Fig. 11 supplémentaire). Il était très intrigant qu'un compromis évolutif se soit produit dans la capacité de charge, mais pas dans l'aptitude à la croissance. L'adaptation à l'utilisation des OAV a augmenté l'aptitude à la croissance des OAV et du glucose, ce qui contredit les compromis évolutifs de l'aptitude à la croissance60,61,62, même dans la même souche d'E. coli63. Pris ensemble, les résultats suggèrent que la forme sphérique pourrait économiser du matériel et de l'énergie pour la synthèse membranaire, ce qui est avantageux dans des conditions de ressources limitées ou lorsque la cellule subit un métabolisme coûteux en énergie. Si la ressource en vésicules d'acides gras avait été déficiente sur la Terre primitive, les cellules primitives auraient peut-être bénéficié de la forme sphérique en économisant des ressources pour la croissance. L'utilisation des OAV pourrait être une voie métabolique coûteuse en énergie pour E. coli (en tant que voies dévolues dans les cellules modernes en raison de l'évolution naturelle); ainsi, Evos a dû privilégier les formes sphériques pour réaliser une croissance économe en énergie. Si les changements morphologiques sont le moyen le plus simple de réguler le métabolisme pour obtenir une croissance efficace en réponse aux changements nutritionnels, il est raisonnable que les cellules modernes aient développé une machinerie moléculaire pour le contrôle de la taille, ce qui affecte également la forme des cellules en conséquence49. Bien que la nature de la cellule primitive et de l'environnement primordial reste inconnue, la présente étude fournit une démonstration à l'appui des protocellules sphériques cultivées dans un environnement primordial riche en vésicules d'acides gras.

L'altération des bâtonnets en sphères d'E. coli était associée à une grande variété de mutations sans mutations communes (Fig. 7), suggérant de multiples stratégies génétiques pour les changements morphologiques. Curieusement, la mutation observée a été fixée dans le même gène, le régulateur transcriptionnel global activé par l'AMPc crp64,65, dans trois des six lignées. Comme des mutations dans la crp ont été rapportées dans d'autres expériences d'évolution avec le glucose66,67,68, la régulation transcriptionnelle par la crp pourrait être cruciale pour qu'E. coli utilise efficacement les sources de carbone. Les changements morphologiques doivent avoir été associés à des altérations du métabolisme du carbone pour atteindre une croissance équilibrée. Bien que la crp soit une cible de mutation partagée entre L32, L10 et L12, les positions mutées variaient (Données supplémentaires 4 et 5). Comme les mutations étaient soit des substitutions ou des délétions non synonymes (données supplémentaires 4 et 5), perturbant les fonctions des gènes, elles doivent bénéficier des changements de forme cellulaire associés à l'augmentation de la forme physique au cours de l'évolution. Un nombre approximativement égal de mutations s'est produit dans les six lignées, indiquant une pression évolutive comparable entre elles.

Les mutations du génome détectées dans les six Evos sont indiquées. Les gènes essentiels sont indiqués par des astérisques. Les gènes qui ont joué un rôle dans la structure cellulaire et l'abondance des protéines cellulaires sont respectivement mis en évidence en rouge et en bleu. Le gène muté qui est apparu dans plusieurs lignées est en gras. Les formes cellulaires des cellules d'E. coli d'origine et évoluées sont illustrées en bas.

Une stratégie génétique courante consistait à cibler les gènes participant à la transcription et à la traduction (Fig. 7, bleu), ce qui concordait bien avec le compromis sur l'abondance des protéines cellulaires. L'enrichissement en mutations dans la biosynthèse des protéines a soutenu l'hypothèse selon laquelle d'innombrables innovations dans les machines de traduction, les codes génétiques, etc. se sont produites au cours de l'évolution de la vie primitive à la vie moderne69. De plus, diverses stratégies pour changer la forme des cellules ont été remarquées. Des mutations perturbant l'organisation de la paroi cellulaire se sont produites dans L31, L32 et L12 mais pas dans L9, L10 ou L11 (Fig. 7, rouge). Les gènes mrdB, mrdA et mreC, responsables respectivement de la biosynthèse du peptidoglycane70,71, de la régulation de la forme cellulaire72,73 et de la formation de bâtonnets74, ont probablement modifié directement la forme cellulaire de bâtonnets en sphères. Il était raisonnable que les gènes liés à la structure cellulaire soient ciblés en priorité au cours de l'évolution car ils étaient absents au début de la vie et pouvaient être exclus du génome minimal13, c'est-à-dire qu'ils ne sont pas essentiels pour la cellule primitive. Notez que les stratégies directes et indirectes pourraient être reconnues à la fois dans la dynamique évolutive de la forme physique de la croissance et de la forme cellulaire et au niveau morphologique.

La présente étude fournit la première preuve expérimentale de cellules bactériennes en forme de bâtonnets se transformant en formes sphériques dans un environnement de laboratoire imitant le régime de ressources de l'environnement primordial, en plus des démonstrations prébiotiques intensivement rapportées de cellules primitives. Si la forme de la tige était attribuée à la paroi cellulaire évoluée et à d'autres structures cellulaires, le changement inverse de la forme de la tige à la forme sphérique pourrait être considéré comme une rupture des structures cellulaires bien établies utilisées par les cellules modernes. L'évolution expérimentale des changements de forme cellulaire augmentant la forme physique peut être considérée dans une certaine mesure comme une dévolution morphologique. La grande variété de mutations indique la grande variété de stratégies génétiques pour l'évolution de la vie primitive. La reconstruction génétique future pourrait fournir une clarification raisonnable de l'adaptation associée au changement morphologique aux vésicules d'acides gras.

La morphologie étant considérée comme un trait plastique, la durée pendant laquelle une forme sphérique peut être maintenue dans un environnement primordial reste incertaine. La prédiction théorique selon la dynamique évolutive (Fig. 1) a montré qu'une évolution prolongée déclencherait des augmentations à la fois du taux de croissance et du rapport d'aspect, indépendamment de la source de carbone (Fig. 12 supplémentaire). Cependant, le rapport d'aspect des cellules évoluées dans les OAV présentait une forte variation entre les six lignées, indiquant la grande plasticité de la forme sphérique dans l'environnement primordial. Bien que les mutations du génome fixe aient indiqué la stabilité de la sphéricité, une évolution prolongée des OAV pourrait conduire à de nouvelles mutations qui perturbent les caractéristiques morphologiques et modifient la forme des cellules. La démonstration expérimentale actuelle avec E. coli pourrait ne pas représenter l'universalité des déterminations morphologiques des cellules primitives ; cependant, il montre une certaine dévolution morphologique des bâtonnets aux sphères par une bactérie moderne entourée de vésicules d'acides gras. Une cellule primitive sphérique a été spéculée pendant des décennies, probablement en raison de la stabilité physique et thermodynamique des sphères. La présente étude fournit une compréhension raisonnable des avantages de croissance des cellules sphériques dans les environnements primordiaux, et ses résultats appuient fortement cette spéculation, tout comme les études prébiotiques. La protocellule de forme ovoïde (LUCA) et la bactérie précoce en forme de bâtonnet (LBCA) ont été récemment signalées75. De futures études combinant des cellules synthétiques et du matériel génétique sont nécessaires pour clarifier pleinement la forme cellulaire d'origine.

Une souche d'E. coli de laboratoire génétiquement modifiée, MDS42ΔgalK :: Ptet-gfp-kan, qui a été construite précédemment54, a été utilisée pour l'évolution expérimentale. La souche portait le génome réduit MDS42, qui était à l'origine dérivé du génome de type sauvage MG1655 en éliminant les transposons16.

Les milieux minimaux enrichis en OAV ont été préparés en mélangeant trois solutions mères avec ddH2O, ce qui a donné des compositions finales de 62 mM K2HPO4, 39 mM KH2PO4, 15 mM (NH4) 2SO4, 0,009 mM FeSO4, 0,015 mM de chlorhydrate de thiamine, 0,2 mM MgSO4 et 0,035–3,5 mM OAV. Les solutions de base, d'oligoéléments et d'OAV étaient trois solutions mères. La solution de base, comprenant 310 mM de K2HPO4, 195 mM de KH2PO4, 75 mM de (NH4)2SO4 et 0,045 mM de FeSO4, a été ajustée à pH 8,3 avec 2 M de KOH. La solution d'oligoéléments comprenait 15 mM de chlorhydrate de thiamine et 203 mM de MgSO4. La solution d'OAV, comprenant des vésicules d'acide oléique 5 mM, a été préparée selon la méthode d'un rapport précédent76 avec des modifications mineures. Tout d'abord, la solution micellaire a été préparée en mettant en suspension 316 μL d'acide oléique (huile entière) préalablement dégazé dans 4,19 mL d'eau alcaline (pH > 10), qui avait été préparée en ajoutant 190 μL de NaOH 5 M à 4 mL de ddH2O. La solution en suspension (micelles d'oléate 250 mM) a été vortexée et agitée pendant une nuit à température ambiante. Ensuite, la solution d'OAV a été préparée en diluant des micelles d'oléate de 250 mM à une concentration finale de 5 mM et en ajustant le pH à 8,3 avec du HCl (Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Chine). Les milieux ont tous été extrudés avec une extrudeuse LE-200 (Morgec, Chine) et une membrane en polycarbonate nucléopore de 0,2 μm (Whatman, UK) trois fois, puis stérilisés avec des unités de filtration de 250 mL équipées de membranes de 0,22 μm (Millipore, USA). Des milieux minimaux additionnés de glucose, comprenant 62 mM de K2HPO4, 39 mM de KH2PO4, 15 mM de (NH4)2SO4, 0,009 mM de FeSO4, 0,015 mM de chlorhydrate de thiamine, 0,2 mM de MgSO4 et 0,105 à 10,5 mM de glucose, ont été préparés comme décrit précédemment77. Les milieux ont finalement été ajustés à pH 8,3 avec du KOH 2 M, de la même manière que les milieux supplémentés en OAV. Les réactifs chimiques utilisés pour la préparation du milieu ont été achetés chez Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA) sauf indication contraire.

La souche d'E. coli a été initialement inoculée dans 200 μL de milieu minimal avec 3, 5 mM d'OAV dans une plaque à 96 micropuits à fond plat (Corning, États-Unis) scellée avec CyclerSeal Sealing Film (Axygen, États-Unis). Les microplaques ont été incubées dans un bioshaker (MBR-022UP, Taitec, Japon) avec une vitesse de rotation de 200 rpm à 37°C. Les cellules passées plusieurs fois ont été soumises à l'isolement d'une colonie unique en étalant la culture cellulaire sur des plaques de gélose LB (Fig. 1A supplémentaire). Une seule des colonies individuelles a été sélectionnée comme Ori pour l'évolution expérimentale. La colonie sélectionnée a été inoculée dans 3 mL de milieu minimal avec 3,5 mM d'OAV et cultivée jusqu'à environ 108 cellules/mL. La culture cellulaire résultante a été conservée en tant que stock et utilisée comme Ori commun de l'évolution expérimentale. Notez qu'une insertion d'un seul nucléotide de T dans ygiM, codant pour l'antitoxine higA, a été initialement détectée dans l'Ori par rapport à la souche E. coli.

Six lignées indépendantes évoluées dans les OAV (L #) ou le glucose (G #) ont été générées à partir du stock commun des Ori décrit ci-dessus. Les cellules ont été cultivées dans 3 ml de milieu minimal avec des OAV 3, 5 mM ou du glucose 10, 5 mM, et les cultures cellulaires ont été incubées dans un bioshaker (MBR-022UP, Taitec, Japon) avec une vitesse de rotation de 200 tr / min à 37 ° C. Le transfert en série quotidien dans un milieu frais a été effectué à trois taux de dilution différents (Fig. 1A supplémentaire), qui ont été estimés en fonction du taux de croissance quotidien décrit précédemment78. Seule une des trois cultures dans lesquelles la croissance cellulaire était dans la phase exponentielle (par exemple, ~ 107 cellules/mL) a été utilisée pour le transfert en série suivant. Notez que la concentration cellulaire initiale du transfert quotidien était supérieure à 104 cellules/mL, pour éviter la dérive génétique. Les six lignées ont été générées indépendamment pour éviter la contamination croisée. Les cultures cellulaires quotidiennes étaient toutes stockées avec 15% de glycérol à -80 ° C.

Les populations de cellules E. coli ont été analysées à l'aide d'un cytomètre en flux d'imagerie Amnis™ ImageStream™X installé avec le logiciel d'acquisition INSPIRE (Luminex, USA). La fluorescence verte a été induite avec un laser de 200 mW à 488 nm et l'émission a été détectée avec un filtre de 505 à 560 nm dans le canal 2. Les données de fond clair ont été collectées dans le canal 4, la diffusion latérale (SSC) a été produite avec un laser de 2 mW à 785 nm et les émissions ont été collectées dans le canal 6 avec un filtre de 745 à 800 nm. Les images ont été acquises avec un grossissement de 60 fois, une taille de pixel de 0,09 μm2, un faible débit et une sensibilité élevée. Les réactifs d'étalonnage SpeedBead (400041, Luminex, États-Unis) ont été utilisés pour l'étalonnage quotidien en tant que billes internes et exécutés simultanément pour la détection de vitesse en temps réel et la mise au point automatique. Les cultures cellulaires ont été diluées avec du milieu frais 1 à 100 fois pour la mesure avec un cytomètre en flux d'imagerie. Environ 10 000 cellules (points de données) ont été acquises et contrôlées (Fig. 1B supplémentaire) en fonction de l'intensité de fluorescence et de l'intensité du rapport d'aspect de fluorescence pour exclure les billes internes et les débris de culture cellulaire avec le logiciel IDEAS (v.6.2.183.0, Luminex, USA).

Les cellules (points de données) utilisées pour l'analyse morphologique ont ensuite été contrôlées (Fig. 1B supplémentaire) en fonction de la qualité de netteté des images cellulaires, c'est-à-dire du gradient de fluorescence RMS (moyenne quadratique pour la netteté de l'image), comme décrit précédemment79. Seules les images cellulaires au point ont été utilisées pour l'analyse. Les longueurs et largeurs relatives des cellules étaient représentées par les longueurs des axes majeur et mineur, qui étaient respectivement les dimensions les plus longues et les plus étroites de l'image de la cellule. La forme de la cellule était représentée par le rapport d'aspect, qui était la longueur de l'axe mineur divisée par la longueur de l'axe majeur et indiquait la sphéricité de la cellule dans l'image. La taille relative des cellules était représentée par deux caractéristiques : la surface et le volume. La surface cellulaire relative (A) était le nombre total de pixels de l'image cellulaire, et le volume cellulaire relatif (V) a été calculé en fonction de la longueur relative (L) et de la largeur (W) des cellules avec la formule suivante (Eq. 1), comme indiqué précédemment80.

Les cellules E. coli ont été inoculées à partir de stocks de glycérol dans des tubes à essai contenant 3 ml de milieu minimal additionné d'OAV 3, 5 mM ou de glucose 10, 5 mM et incubés dans un bioshaker (MBR-022UP, Taitec, Japon) à 200 tr / min et 37 ° C en tant que précultures. Les précultures ont ensuite été transférées dans 3 ml de milieu minimal frais fourni avec des OAV 0, 035, 0, 07, 0, 35, 0, 7 ou 3, 5 mM ou du glucose 0, 105, 0, 21, 1, 05, 2, 1 ou 10, 5 mM, respectivement, à un taux de dilution commun de 1000 fois. Tous les 10 tubes à essai de cultures parallèles ont été appliqués pour chaque concentration (un total de 10 concentrations). Les changements de concentration cellulaire, de morphologie, de fluorescence, etc., ont été évalués avec un cytomètre de flux d'imagerie à des intervalles de plusieurs heures jusqu'à ce que la culture cellulaire atteigne la phase stationnaire. La capacité d'utilisation a été définie comme les valeurs moyennes (N > 5) de la concentration cellulaire maximale (cellules/mL), qui ont été calculées selon les mesures temporelles, divisées par les concentrations (mM) de la source de carbone fournie, c'est-à-dire les OAV ou le glucose. Les densités de population stables ont été mesurées et les concentrations cellulaires par source de carbone mM ont été calculées en tant que capacité de population. Les résultats ont été résumés dans les données supplémentaires 6.

Les cellules E. coli ont été inoculées à partir de stocks de glycérol dans des tubes à essai contenant 3 ml de milieu minimal additionné de glucose à 10, 5 mM et incubées dans un bioshaker (MBR-022UP, Taitec, Japon) à 200 tr / min et 37 ° C en tant que précultures. Les précultures ont été diluées 1000 fois avec du milieu minimal frais fourni avec 0,105, 0,21, 1,05, 2,1 ou 10,5 mM de glucose, puis chargées dans des microplaques à fond plat à 96 puits (Corning, États-Unis) dans six puits avec des emplacements variés selon les conditions de culture, comme décrit précédemment77. Les microplaques ont été incubées dans un lecteur de plaques (Synergy H1, BioTek, USA) avec agitation orbitale continue à 282 cpm et 37 °C. La croissance a été surveillée en mesurant l'absorbance à 600 nm et les lectures ont été obtenues à des intervalles de 30 min pendant 20 à 30 h. Le taux de croissance a été calculé en fonction des changements de DO600, comme décrit précédemment81.

Les cellules d'E. coli ont été fixées avec du glutaraldéhyde à 2,5 %, suivi d'un traitement avec 1 % d'OsO4 pendant 1 h à 4 °C. Les cellules ont ensuite été rincées trois fois avec du PBS (solution saline tamponnée au phosphate), déshydratées selon une série graduée (30 %, 50 %, 70 %, 80 %, 90 %, 95 % et 100 %) d'éthanol, séchées avec un sécheur à point critique (Leica EM CPD 300, Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Allemagne) et revêtues d'or dans un pulvérisateur (ACE600, Leica Microsystems ). Les échantillons préparés ont été observés à l'aide d'un microscope électronique à balayage (Hitachi S-4800, Japon) à une tension d'accélération de 3 kV.

Les cellules d'E. coli cultivées dans un milieu minimal additionné de glucose ont été récoltées en phase stationnaire pour l'analyse des mutations du génome, comme décrit précédemment63. Le reséquençage du génome a été réalisé par Sangon (Shanghai, Chine). L'ADN génomique a été extrait par un kit Magen Bacterial DNA KF (Sangon, Shanghai, Chine) et des bibliothèques d'ADNg ont été construites à l'aide du kit de préparation de bibliothèque d'ADN NEBNext Ultra pour Illumina (NEB, États-Unis). Le reséquençage du génome entier a été effectué avec les plateformes NovaSeq 6000 (Illumina, San Diego, CA) et MGISEQ-2000 (MGI, Shenzhen, Chine) conformément aux instructions du fabricant. Les lectures ont été cartographiées sur la séquence de référence (numéro d'accès NCBI NC_020518.1) et les mutations du génome, c'est-à-dire les SNP et les indels, ont été déterminées avec le Genome Analysis Toolkit (GATK). Les ensembles de données RAW ont été déposés chez BioProject avec le numéro d'accession PRJNA693085 (SRR13487015-SRR13487022).

Toutes les expériences biologiques ont été réalisées à plusieurs reprises (N = 5–12). Toutes les analyses ont été soumises à l'évaluation statistique (N > 4) pour tirer la conclusion. Les détails ont été décrits dans les sections correspondantes d'expériences et d'analyses. Les ensembles de données acquis à partir des expériences répétées et utilisés pour les analyses statistiques sont fournis en tant que données supplémentaires pour référence.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports de recherche sur la nature lié à cet article.

Les données de séquençage du génome sont déposées chez BioProject sous le numéro d'accession PRJNA693085. Les données sources utilisées pour les analyses et pour générer les chiffres sont disponibles dans les données supplémentaires 1 à 6. D'autres données sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

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Les auteurs remercient Yiwen Wang et Zhiwei Gong du Centre de microscopie électronique de la plate-forme multifonctionnelle ECNU pour l'innovation (004) pour leur aide avec les micrographies électroniques. La recherche a été soutenue par le National Key R&D Program of China, Synthetic Biology Research (2019YFA0904500) et le MOE International Joint Laboratory of Trustworthy Software at ECNU et a été partiellement soutenue par JSPS KAKENHI, Grant-in-Aid for Scientific Research (B) numéro de subvention 19H03215 (à BWY).

Centre de recherche en biologie synthétique biomédicale, École des sciences de la vie, Université normale de Chine orientale, 3663 North Zhongshan Road, Shanghai, 200062, République populaire de Chine

Hui Lu, Yang Xia, Jian Xu, Kai Li et Tetsuya Yomo

École supérieure des sciences de la vie et de l'environnement, Université de Tsukuba, 1-1-1 Tennoudai, Tsukuba, Ibaraki, 305-8572, Japon

Honoka Aida, Masaomi Kurokawa et Bei-Wen Ying

École de génie logiciel, East China Normal University, 3663 North Zhongshan Road, Shanghai, 200062, République populaire de Chine

Feng Chen

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BWY et TY ont conçu la recherche ; BWY a conçu les expériences ; HL a réalisé les expériences; HL, MK, HA et BWY ont analysé les données ; MK, YX, CF, JX et LK ont fourni les outils expérimentaux et analytiques ; BWY a rédigé le document et les graphiques ; HL, JX, BWY et TY ont révisé le document ; et tous les auteurs ont approuvé l'article.

Correspondance à Bei-Wen Ying ou Tetsuya Yomo.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Communications Biology remercie Nkrumah Grant et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Rédacteurs en chef de la manipulation principale : Thulani Makhalanyane et Caitlin Karniski. Les rapports des pairs examinateurs sont disponibles.

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Réimpressions et autorisations

Lu, H., Aida, H., Kurokawa, M. et al. Le mimétisme primordial induit un changement morphologique chez Escherichia coli. Commun Biol 5, 24 (2022). https://doi.org/10.1038/s42003-021-02954-w

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Reçu : 15 février 2021

Accepté : 07 décembre 2021

Publié: 11 janvier 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s42003-021-02954-w

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