Effet antibiofilm renforcé par la modification du 1,2,3

Rapports scientifiques volume 6, Numéro d'article : 24289 (2016) Citer cet article

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L'encrassement biologique entrave les performances des bioréacteurs à membrane. Dans cette étude, nous avons étudié les effets antisalissures des membranes de polysulfone modifiées par des nanoparticules de 1,2,3-triazole et de palladium (Pd). Les membranes modifiées ont été évaluées pour leur efficacité antibactérienne et antisalissure dans un biofilm d'espèces en monoculture (c'est-à-dire un réacteur de biofilm à écoulement goutte à goutte, DFR) et une expérience de biofilm d'espèces mixtes (c'est-à-dire un réacteur à membrane aérobie, AeMBR). Les nanoparticules de 1,2,3-triazole et de Pd ont inhibé la croissance de Pseudomonas aeruginosa dans des conditions aérobies et anaérobies. La diminution de la croissance bactérienne a été observée avec une diminution de la quantité de polysaccharide total dans la matrice de biofilm des espèces en monoculture. Lorsque les membranes modifiées étaient connectées à l'AeMBR, l'augmentation de la pression transmembranaire était inférieure à celle des membranes non modifiées. Cela s'est accompagné d'une diminution des concentrations de protéines et de polysaccharides dans la matrice de biofilm d'espèces mixtes. La quantité de biomasse dans la couche de biofilm était également plus faible en présence de membranes modifiées et il n'y avait aucun effet néfaste sur les performances du réacteur telles qu'évaluées à partir des taux d'élimination des nutriments. L'analyse de l'ARNr 16S a en outre attribué le retard de l'encrassement de la membrane à la diminution de l'abondance relative de groupes bactériens sélectionnés. Ces observations indiquent collectivement une occurrence d'encrassement plus faible obtenue par les membranes modifiées.

Les bioréacteurs à membrane (MBR) sont de plus en plus utilisés comme une biotechnologie de choix pour le traitement des eaux usées car le couplage d'un procédé de séparation par membrane permettrait d'obtenir une meilleure qualité des effluents. Les membranes peuvent également être utilisées pour retenir les métaux catalytiques (par exemple l'oxyde de manganèse, le palladium) dans les bioréacteurs. Les métaux catalytiques réalisent à leur tour une hydrodéshalogénation réductrice des contaminants (par exemple, produits pharmaceutiques et de soins personnels, biocides et micropolluants organiques) qui ne sont autrement pas facilement biodégradés dans un procédé de boues activées conventionnel. Pour démontrer, le palladium (Pd) a été utilisé comme métal catalytique pour obtenir une élimination réductrice des produits pharmaceutiques, des biocides et des produits de contraste iodés1. De même, le Pd a été utilisé dans un réacteur à membrane à plaques continues pour obtenir une élimination complète, efficace et rapide du trichloroéthène (TCE)2. Dans les deux cas, le Pd était soit physiquement retenu dans le MBR grâce à l'utilisation de membranes de nanofiltration à fibres creuses, soit remis en circulation dans tout le système de réacteur sous forme de suspension. Cependant, l'absence d'un matériau de support pour ces nanoparticules peut entraîner l'agglomération et la croissance des nanoparticules, ce qui entraînera une diminution ultérieure de l'effet catalytique3,4.

En variante, des particules de Pd peuvent être incrustées sur des surfaces de membrane de manière à obtenir une distribution uniforme de ce catalyseur sur toute la surface réactive. Par exemple, Hennebel et ses collaborateurs ont encapsulé des particules de Pd dans des membranes de fluorure de polyvinylidène et ont démontré que de tels contacteurs membranaires modifiés peuvent être utilisés dans le traitement de l'eau contaminée au diatrizoate5. Cependant, il existe une possibilité que les membranes contenant du Pd soient sensibles au dépôt d'encrassements biologiques au cours du fonctionnement du réacteur. En effet, contrairement à certains métaux lourds tels que les nanoparticules d'argent ou de cuivre présentant de forts effets antibactériens6,7,8,9, les nanoparticules de Pd n'ont que des effets antibactériens faibles et sélectifs10. L'encrassement biologique est particulièrement préjudiciable aux performances des bioréacteurs à membrane car il peut entraîner une diminution de la production de perméat, une augmentation de la pression transmembranaire et une durée de vie plus courte du module membranaire11. De plus, les bio-encrassements tels que les protéines et les polysaccharides peuvent empoisonner la surface du catalyseur et entraîner une faible activité catalytique.

Une stratégie pour surmonter cette limitation serait d'incorporer des groupes chimiques fonctionnellement actifs dans les membranes encapsulées au Pd. Un exemple d'un tel groupe chimique fonctionnellement actif est constitué par les ligands triazole. Il a été découvert que les ligands triazoles présentaient des effets cytotoxiques sur les cellules cancéreuses12. Il peut également interagir avec le cytochrome P450 qui à son tour inhibe la biosynthèse de l'ergostérol chez les champignons. Le résultat final est un impact néfaste sur les activités enzymatiques liées à la membrane et la perméabilité membranaire pour les cellules fongiques13,14. De plus, les ligands triazoles ont montré des effets antibactériens en inhibant la biosynthèse de l'alcool isoprénoïde C-55 et de la vitamine K. La carence en alcool isoprénoïde C-55 affecterait à son tour la biosynthèse de la paroi cellulaire bactérienne et du polymère membranaire; et le manque de vitamine K aurait un impact néfaste sur le transport d'électrons des bactéries gram-positives15.

Jusqu'à présent, il existe des études limitées pour démontrer l'utilisation de ligands triazole comme agent antisalissure dans les membranes polymères. Une étude antérieure avait démontré que le polymère contenant du triazole avait un effet inhibiteur sur le nombre de cellules de Pseudomonas aeruginosa en suspension et attachées récupérées à partir d'une membrane polymère16. Bien qu'il soit déduit qu'un effet antibactérien serait lié à un retard dans l'apparition de l'encrassement de la membrane, l'étude n'a pas démontré l'utilisation de membranes antibactériennes dans un bioréacteur à membrane opérationnel pour obtenir un encrassement retardé de la membrane. L'étude n'a pas non plus évalué comment les ligands de triazole obtiennent un effet antisalissure lorsqu'ils sont fonctionnalisés sur des membranes, ni si un effet antisalissure synergique peut être obtenu en présence à la fois de triazole et de Pd.

Dans cette étude, nous proposons l'enrobage de Pd sur la membrane PSU fonctionnalisée avec du 1,2,3-triazole pour minimiser l'encrassement de la membrane dans les expériences de monoculture bactérienne et de biofilm complexe. L'étude évalue d'abord différentes concentrations de triazole, à savoir 23 %, 49 % et 94 %, qui ont été fonctionnalisées sur les membranes. Ces membranes sont par la suite appelées PSU-TriN-23%, PSU-TriN-49% et PSU-TriN-94%. Deuxièmement, des ions palladium ou des nanoparticules de palladium ont été incrustés sur des membranes PSU fonctionnalisées avec 94 % de triazole (c'est-à-dire PSU-TriN-Ions ou PSU-TriN-NPs, respectivement). Les impacts de ces membranes modifiées sur les concentrations de protéines, de polysaccharides et sur le nombre de cellules bactériennes intactes dans la matrice de biofilm attachée ont été examinés et comparés au contrôle respectif. En outre, le changement du niveau de bioactivité résultant de la perturbation de la communauté microbienne a été caractérisé par le séquençage de nouvelle génération de l'amplicon basé sur le gène ARNr 16S. Cette étude vise à démontrer qu'une membrane en PSU modifiée à la fois avec du triazole et du Pd présenterait des propriétés antisalissures élevées et à fournir une approche à multiples facettes pour étudier comment le retard de l'encrassement de la membrane se produirait pour de telles membranes modifiées.

La modification au triazole des membranes PSU a augmenté l'hydrophilie des membranes PSU, sauf lorsque le PSU-TriN-94% était chélaté avec les ions Pd (tableau 1). La membrane PSU-TriN-NPs a montré l'hydrophilie la plus élevée (47,7°) par rapport à toutes les autres membranes testées, qui variaient de 58,6° à 84,3°. Parmi toutes les membranes testées, la membrane PSU-TriN-NPs avait la topographie de surface la plus rugueuse (Ra = 58,9). Les membranes PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs avaient des moyennes arithmétiques de rugosité (Ra) environ trois fois plus élevées que les membranes PSU-TriN-23 %, PSU-TriN-49 %, PSU-TriN-94 % et une rugosité de surface jusqu'à 9 fois plus élevée que la membrane PSU-Tri-0 % (tableau 1, figure S1).

Le rapport vivant/mort des micro-organismes fortement liés dans la matrice du biofilm de PSU-TriN-0 %, PSU-TriN-23 %, PSU-TriN-49 % et PSU-TriN-94 % a été examiné au microscope confocal (Figure S2). Le ratio vivant/mort de la matrice de biofilm sur PSU-TriN-0% était supérieur à 1 dans des conditions aérobies et anaérobies. En revanche, le rapport PSU-TriN-23 %, PSU-TriN-49 %, PSU-TriN-94 % était inférieur à 1 et s'est avéré respectivement significativement inférieur à PSU-TriN-0 %, qui était de 1, 24 en conditions aérobies et 1, 36 en conditions anaérobies (test t, P <0, 01) (Fig. 1A, B). De même, le nombre de cellules intactes dans la matrice de biofilm de PSU-TriN-0 % a été dénombré par cytométrie en flux et s'est avéré significativement plus élevé que les membranes de PSU fonctionnalisées au triazole dans des conditions aérobies et anaérobies (test t, tout P <0,05) (Figure S3A,B). Plus précisément, les cellules vivantes dans le biofilm des membranes PSU (PSU-TriN-0%) étaient environ 5 fois plus élevées en conditions aérobies et environ 8 fois plus élevées en conditions anaérobies par rapport aux trois membranes restantes. De plus, le biofilm étroitement lié, qui est représenté comme la différence entre le biofilm total et le biofilm faiblement lié (Figure S3A,B) avait jusqu'à 1,8 × 107 cellules/(mL · cm2) et 3,95 × 108 cellules/(mL · cm2) sur PSU-TriN-0 % dans des conditions aérobies et anaérobies, respectivement. Le nombre de cellules intactes était supérieur à celui observé sur les membranes PSU-TriN-23%, PSU-TriN-49% et PSU-TriN-94%.

Rapport vivant/mort des bactéries fixées sur différentes membranes.

(A) Différentes concentrations de membranes de polysulfone triazole ont été testées en condition aérobie. (B) Quatre concentrations différentes de membrane polysulfone triazole en condition anaérobie. (C) Les membranes PSU-TriN-94%, PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs ont été quantifiées en condition aérobie. (D) Membranes PSU-TriN-94 %, PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs en condition anaérobie.

Le rapport vivants/morts sur les PSU-TriN-NPs était de 0,26 en condition aérobie et de 0,52 en condition anaérobie, indiquant que la présence de nanoparticules de Pd peut diminuer significativement le rapport vivant/mort en conditions aérobies (test t, P = 0,00) et anaérobies (test t, P = 0,03) par rapport au PSU-TriN-94 % (rapport de 0,77 et 0,86, en conditions aérobies et condition anaérobie, respectivement) (Fig. 1C, D). La membrane PSU-TriN-Ions pourrait également réduire davantage le rapport vivant/mort à 0,43 et 0,48 dans des conditions aérobies et anaérobies, respectivement, par rapport à la membrane PSU-TriN-94 % (test t, P <0,05) (Fig. 1C, D).

Dans des conditions aérobies et anaérobies, P. aeruginosa PAO1 a produit 2,34 ± 0,20 μg/(mL · cm2) de polysaccharides totaux en condition aérobie et 3,25 ± 0,26 μg/(mL · cm2) en condition anaérobie dans sa matrice de biofilm sur des membranes PSU-TriN-0 %. La quantité de polysaccharide sur PSU-TriN-0% pour les deux conditions était significativement plus élevée que celle sur les membranes modifiées au triazole. (c'est-à-dire, PSU-TriN-23 %, PSU-TriN-49 %, PSU-TriN-94 %) (test t, tout P < 0,03) (Fig. 2A, B). Une différence significative a également pu être obtenue entre les membranes PSU-TriN-94% et PSU-TriN-NPs (Fig. 2C, D, test t, P = 0, 01 et 0, 02, respectivement, dans des conditions aérobies et anaérobies). Cependant, il n'y avait pas de différence significative entre les membranes PSU-TriN-94% et PSU-TriN-Ions (test t, P = 0,12 et 0,13, respectivement, dans des conditions aérobies et anaérobies). Plus précisément, la production de polysaccharides inférieure dans le biofilm de monoculture était due à la concentration significativement plus faible d'exopolysaccharides (y compris le PEL, le PSL et les polysaccharides d'alginate) produits par P. aeruginosa PAO117 sur les trois membranes modifiées en triazole que le PSU-TRIN P <0,02) (figure S4A, b). Une autre réduction significative des exopolysaccharides a été observée pour les PSU-TriN-NP mais pas pour les PSU-TriN-Ions par rapport au PSU-TriN-94 % dans les conditions aérobies (test t, P = 0,00 et 0,07, respectivement) et anaérobies (test t, P = 0,01 et 0,84, respectivement) (Figure S4C, D).

Quantification des polysaccharides totaux dans le biofilm attaché sur (A) différentes concentrations de membranes de triazole en condition aérobie, (B) différentes concentrations de membranes de triazole en condition anaérobie, (C) PSU-TriN-94%, PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs en condition aérobie, (D) PSU-TriN-94%, PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs en condition anaérobie.

En revanche, les membranes modifiées au triazole n'ont réduit de manière significative la production de protéines de Pseudomonas aeruginosa PAO1 que dans des conditions anaérobies (test t, tous les P <0, 05), mais n'ont montré aucune réduction significative des protéines dans des conditions aérobies (Fig. 3A, B). Une autre comparaison des membranes PSU-TriN-94% avec les membranes PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs n'a également montré aucune différence significative pour l'expression de protéines dans des conditions aérobies et anaérobies (Fig. 3C, D).

Protéines dans le biofilm établi sur PSU-TriN-0%, PSU-TriN-23%, PSU-TriN-49% et PSU-TriN-94% en condition (A) aérobie et (B) anaérobie. Protéines dans le biofilm établi sur PSU-TriN-94 %, PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs dans des conditions (C) aérobies et (D) anaérobies.

PSU-TriN-0%, PSU-TriN-94% et PSU-TriN-NPs ont été évalués plus avant pour leur effet antisalissure en les connectant à un bioréacteur à membrane aérobie à l'échelle du laboratoire (AeMBR) pour établir un consortium de biofilms mixtes. Dans les deux essais, les PSU-TriN-NPs ont montré un TMP inférieur au moment de la récolte. Pour illustrer, les membranes PSU-TriN-0 % et PSU-TriN-94 % ont atteint un encrassement critique les 29e et 28e jours de fonctionnement dans l'exécution 1, respectivement, mais pas les PSU-TriN-NP (Figure S5A). Dans l'essai 2, les PSU-TriN-NP n'ont atteint que 10 kPa dans leur TMP, ce qui était inférieur à celui des deux membranes restantes lorsque le PSU-TriN-0% a atteint un encrassement critique le 21e jour (Figure S5B). Les trois membranes ont atteint une efficacité moyenne d'élimination de la demande chimique en oxygène (DCO) de 95 % dans les cycles 1 et 2.

La concentration de polysaccharide dans l'EPS soluble du biofilm fixé sur les PSU-TriN-NP était de 48,1 ± 10,7 μg/cm2. Cette concentration était significativement inférieure à la quantité sur les membranes PSU-TriN-0 % (59,0 ± 5,4 μg/cm2) et PSU-TriN-94 % (102,3 ± 29,0 μg/cm2) dans le run 1 (test t, P = 0,05 et 0,00, respectivement). Dans l'essai 2, la concentration de polysaccharide sur PSU-TriN-0 % était de 40,7 ± 12,0 μg/cm2. En revanche, il y avait une diminution significative à 5, 86 ± 0, 48 μg / cm2 de polysaccharide sur les PSU-TriN-NP (test t, P = 0, 00) (Fig. 4A, B). De plus, la quantification des polysaccharides dans les flux de rétentat et de perméat de l'AeMBR a montré que la quantité de polysaccharide de rétentat (11,4 μg/mL dans le run 1 et 8,0 μg/mL run 2) était supérieure à celle du perméat (6,5 μg/mL, 6,5 μg/mL, 5,6 μg/mL dans le run 1 et 5,9 μg /mL, 2,7 μg/mL, 5,2 μg/mL dans le run 2, respectivement, à partir de PSU-TriN-0 %, PSU-TriN-94 %, PSU-TriN-NPs), indiquant le rejet de certains polysaccharides par les membranes (Figure S6A,B).

Quantification des polysaccharides et des protéines dans la substance polymère extracellulaire soluble (EPS) fixée sur PSU-TriN-0%, PSU-TriN-94% et PSU-TriN-NPs de run 1 et run 2. (A) Polysaccharide en run 1, (B) Polysaccharide en run 2, (C) Protein en run 1, (D) Protein en run 2.

La concentration de protéines fixées sur la membrane PSU-TriN-NPs était de 34, 14 μg / cm2 dans l'essai 1 et était significativement inférieure à celle des deux autres membranes (test t, P = 0, 00 et 0, 00) (Fig. 4C). Un résultat similaire a pu être obtenu pour l'essai 2. La concentration de protéines fixées sur les membranes PSU-TriN-NPs dans l'essai 2 était de 4, 40 μg / cm2 et était significativement inférieure à celle des membranes testées (test t, P = 0, 00) (Fig. 4D). La mesure des protéines a ensuite été vérifiée par HPLC en utilisant un détecteur à 280 nm. Les chromatogrammes HPLC ont montré qu'un fragment de protéine à pic unique de 0,93 kDa a été observé dans les flux de rétentat et de perméat des trois membranes (Figure S7), bien qu'à une concentration plus élevée dans l'essai 1 par rapport à l'essai 2. En revanche, les profils de fragments de protéines dans la matrice de biofilm des trois membranes étaient très différents de ceux observés dans les courants de rétentat et de perméat. Les profils de fragments de protéines sur les membranes avaient un poids moléculaire (PM) allant de 0,15 kDa à 661,7 ± 40,2 kDa dans l'essai 1. Seul le PM de 661,7 kDa pouvait être détecté sur la membrane PSU-TriN-0 % dans l'essai 2 et les membranes modifiées au palladium restantes n'avaient aucun fragment détectable (Figure S7).

La concentration moyenne d'ATP dans la matrice de biofilm fixée sur la membrane PSU-TriN-NPs était d'environ 133,59 ± 21,4 pmol/cm2 dans le run 1 et 116,60 ± 18,37 pmol/cm2 dans le run 2 (Fig. 5A,B). La présence de nanoparticules de Pd sur la membrane PSU-TriN a considérablement réduit la concentration d'ATP dans les essais 1 et 2 (test t, P = 0, 00). La concentration moyenne en AI-2 des membranes PSU-TriN-0 % et PSU-TriN-94 % était de 3, 18 et 3, 88 nmol / cm2, respectivement et a diminué à 0, 72 nmol / cm2 sur la membrane PSU-TriN-NPs dans le run 1 (Fig. 5C). Dans l'essai 2, les concentrations moyennes d'AI-2 dans la membrane PSU-TriN-0% étaient 6 et 24 fois supérieures à celles détectées dans les membranes PSU-TriN-94% et PSU-TriN-NPs, respectivement (Fig. 5D).

Mesure de l'ATP et de l'AI-2 dans les EPS attachés aux PSU-TriN-0%, PSU-TriN-94 et PSU-TriN-NPs.

(A) concentration d'ATP de l'exécution 1 ; (B) concentration d'ATP de l'exécution 2 ; (C) quantité AI-2 de la série 1 ; (D) AI-2 quantité de run 2.

La présence de triazoles à une concentration de 94 % (c.-à-d. PSU-TriN-94 %) et de nanoparticules de Pd (c.-à-d. PSU-TriN-NP) sur la membrane PSU-TriN-0 % a entraîné une communauté microbienne différente (Figure S8, ANOSIM, R = 0,889 dans le run 1 et R = 0,815 dans le run 2, P = 0,1). Pour illustrer, l'abondance relative des acidobactéries Gp4 non classées, qui est un groupe prédominant détecté dans la matrice du biofilm, représentait 12,4 % de la communauté microbienne totale sur les PSU-TriN-NPs dans l'essai 1. Cette abondance relative était inférieure de 35 % à celle sur les PSU-TriN-0 %. Dans l'essai 2, la même acidobactérie Gp4 non classée était également inférieure de 52 % en abondance relative sur les PSU-TriN-NPs que sur les PSU-TriN-0 %. Un autre genre prédominant, Acinetobacter, a été diminué par la présence de triazoles et de NP. L'abondance relative était de 6, 2% sur PSU-TriN-0%, soit 3, 6 fois et 2, 4 fois plus élevée que celle sur PSU-TriN-NPs, respectivement, dans les séries 1 et 2. Plusieurs OTU identifiées comme étant affiliées à Acidobacteria, Acinetobacter et Chitinophagaceae présentaient une abondance relative plus faible lorsque la membrane PSU-TriN-NPs était utilisée. Par exemple, l'abondance de Blastocatella fastidiosa, qui est affiliée aux acidobactéries, était présente à une abondance relative de 10,0 % sur PSU-TriN-0 % et était 1,5 fois plus élevée que celle sur PSU-TriN-NPs. De même, dans le scénario 2, son abondance dans les PSU-TriN-NP a diminué de 1, 9 fois par rapport à PSU-TriN-0% (tableau 2). Des résultats similaires peuvent être obtenus pour d'autres UTO affiliées à Acidobacteria (par exemple Blastocatella fastidiosa), Acinetobacter (par exemple Acinetobacter guillouiae) et Chitinophagaceae (par exemple Terrimonas lutea) (Tableau 2).

Cette étude a systématiquement démontré que la fonctionnalisation des ligands triazole sur des membranes polymères PSU peut entraîner des effets antibactériens. Le couplage de nanoparticules de palladium sur la même membrane fonctionnalisée au triazole (Figure S9) peut encore améliorer les effets antibactériens et retarder l'apparition de l'encrassement de la membrane lorsqu'il est connecté à un bioréacteur à membrane aérobie à l'échelle du laboratoire.

L'utilisation de métaux lourds, bien que généralement de l'argent et du cuivre mais pas du palladium, sur des membranes polymères pour obtenir un effet antibactérien avait été proposée dans des études antérieures18,19,20,21. Par exemple, il a été rapporté que les nanoparticules d'Ag présentent des effets biocides élevés lorsqu'elles sont fonctionnalisées sur des membranes d'osmose directe et des membranes de copolymère séquencé7,8,21. Des nanoparticules de cuivre ont également été fonctionnalisées sur une membrane composite à couche mince pour obtenir des effets antibactériens18. Une proposition similaire avait également été faite d'utiliser des ligands triazole pour inhiber la quantité de cellules intactes fixées sur les membranes. Par exemple, Duong et ses collaborateurs ont introduit l'utilisation de polytriazole sur des membranes à fonction hydroxyle et ont montré les effets antibactériens et anti-attachement de telles membranes16. Tejero et al. ont également montré que les copolymères contenant des groupes fonctionnels triazole présentaient des effets biocides élevés contre de nombreux micro-organismes (par exemple, levure, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa)22.

Contrairement aux études qui ont évalué les membranes modifiées pour leurs effets antibactériens à l'aide d'un modèle bactérien en monoculture, cette étude a fourni une approche à multiples facettes pour comprendre les mécanismes à l'origine des effets antibactériens et antisalissures de ces membranes modifiées. Premièrement, les ligands triazole peuvent réduire de manière significative le rapport vivant/mort des bactéries fixées sur la membrane (Fig. 1). De même, les ligands ont également inhibé efficacement la croissance des bactéries (Figure S3) à la fois dans la partie faiblement liée et dans la totalité du biofilm dans des conditions aérobies et anaérobies. Ceci contraste avec la membrane PSU-TriN-0% non modifiée qui avait une partie relativement plus grande des cellules intactes dans la partie étroitement liée du biofilm (Figure S3). Cette découverte suggère que la membrane PSU-TriN-0% était plus sujette à l'adhésion cellulaire par les bactéries, probablement en raison de l'hydrophobicité relativement plus élevée de cette membrane par rapport à celles fonctionnalisées avec des triazoles23 (tableau 1). Cependant, il n'y a pas eu d'amélioration significative de l'étendue de l'activité antibactérienne résultant des différentes concentrations de triazoles fonctionnalisés sur les membranes PSU. Ceci est illustré par l'absence de toute réduction significative des polysaccharides totaux, du rapport vivant/mort et du dénombrement des cellules vivantes avec des concentrations croissantes de triazole, suggérant ainsi que l'activité du triazole n'est pas un facteur limitant pour obtenir un effet antibactérien. Au lieu de cela, une combinaison avec d'autres matériaux, par exemple des nanoparticules de palladium, est nécessaire pour renforcer encore l'effet antibactérien.

L'inhibition de la croissance cellulaire a ensuite affecté la production de polysaccharides bactériens dans la matrice du biofilm (Fig. 2A, B). Les polysaccharides et les protéines constituent les principaux composants de la substance polymère extracellulaire (EPS), qui à son tour représente 90 % du poids sec d'une matrice de biofilm24. La réduction des polysaccharides est donc susceptible d'entraîner une formation retardée de biofilm sur la membrane. Cependant, l'effet inhibiteur sur les protéines n'était pas cohérent dans les expériences de monoculture et de biofilm d'espèces mixtes. Les PSU-TriN-NP peuvent réduire de manière significative la quantité de protéines dans la matrice de biofilm d'espèces mixtes (Fig. 4C, D) tandis que la présence de différentes concentrations de ligands triazole n'a entraîné aucune réduction significative de la concentration de protéines par rapport au témoin (Fig. 3A). L'ajout de palladium (c'est-à-dire les ions, les NP) n'a pas non plus entraîné de réduction significative de la concentration en protéines dans le biofilm des espèces en monoculture (Fig. 3C, D). Étant donné que le bouillon LB a été utilisé pour établir le biofilm de monoculture, la concentration élevée de teneur en protéines dans ce milieu peut avoir contribué à l'interférence de fond lors de l'utilisation de la méthode de Lowry pour quantifier la teneur en protéines dans certains cas. Alternativement, parce que la méthode utilisée (c'est-à-dire la méthode de Lowry) pour quantifier la teneur en protéines n'est pas en mesure de faire la distinction entre les protéines qui sont lysées à partir de cellules bactériennes mortes et celles associées à des membranes cellulaires intactes, il est possible que la teneur élevée en protéines associée aux membranes modifiées soient des protéines intracellulaires lysées à partir de cellules bactériennes mortes.

Au lieu de cela, la teneur en protéines dans l'expérience AeMBR a montré une différence significative entre les membranes modifiées et PSU-TriN-0% (Fig. 4). Compte tenu de la faible concentration de protéines dans le SMP (Figure S6), il peut y avoir moins d'interférences sur la méthode Lowry contrairement à l'expérience de biofilm de monoculture. Pour vérifier, HPLC a été utilisé comme méthode alternative pour détecter et mesurer les fragments de protéines dans la matrice de biofilm d'espèces mixtes. Comme le mécanisme de détection de la HPLC est basé sur la chromatographie liquide, il n'est pas soumis à la même limitation que la méthode de Lowry. Avec cette méthode alternative, il a été montré que les fragments de protéines mesurés sur les membranes modifiées étaient à peine détectables (Fig. 4 et Figure S7), indiquant ainsi que les membranes modifiées avec du triazole et des NP Pd pouvaient diminuer la quantité de protéines.

En plus d'affecter la production de polysaccharides et de protéines, l'inhibition de la croissance des cellules bactériennes est également corrélée à une diminution consécutive des concentrations d'ATP et d'AI-2 par unité de surface, qui peuvent toutes deux être utilisées comme paramètres pour indiquer la quantité de biomasse. En comparant davantage les protéines dans l'EPS soluble extrait du biofilm sur PSU-TriN-0%, il a été observé que les distributions de poids moléculaire des protéines étaient nettement différentes de celles détectées dans le SMP (Figure S7). Cela suggère que certaines portions de protéines dans l'EPS ne provenaient pas de l'absorption directe de protéines de SMP, mais plutôt de l'activité bactérienne. Une telle activité n'était pas apparente dans les membranes modifiées comme observé à partir de l'absence nette de fragments protéiques détectables. Le changement du niveau de bioactivité était probablement dû à des changements dans les communautés microbiennes sur les membranes modifiées qui sont distinctes de la membrane témoin (Figure S8). Pour illustrer, l'abondance relative des acidobactéries non classées, des chitinophagacées non classées et des Acinetobacter était plus faible en présence de triazole et de palladium. Terrimonas lutea a en outre été identifié au niveau de l'OTU comme étant systématiquement plus faible en présence des membranes modifiées par rapport à la membrane témoin (tableau 2). Des études antérieures ont rapporté que la famille des Chitinophagaceae était abondante dans le biofilm des tubes de cuivre des systèmes de distribution d'eau potable25. Des Chitinophagaceae non classées, y compris Terrimonas rubra, ont en outre été signalées comme étant impliquées dans la fixation sur la membrane aérobie et que leur abondance augmentait avec l'étendue de l'encrassement de la membrane26. De même, il a été rapporté que les genres Acinetobacter et Acidovorax étaient corrélés à la formation de biofilms et à l'abondance de molécules signal de détection de quorum27,28 (tableau 2). L'abondance relative plus faible de tels groupes bactériens par les membranes modifiées suggère une accumulation et une formation plus lentes de biofilm bactérien sur ces membranes.

Collectivement, la diminution du nombre de cellules intactes (c'est-à-dire de cellules viables), de la teneur en polysaccharides et en protéines dans la matrice du biofilm fixée sur les membranes a démontré l'effet antibactérien des membranes modifiées. Ces résultats expliquaient l'augmentation plus lente du TMP lorsque les membranes modifiées étaient connectées au MBR aérobie, ce qui suggère que les membranes sont moins sujettes à l'encrassement biologique. Ceci malgré l'ajout d'ions Pd et de nanoparticules sur les membranes qui a entraîné une topographie de surface plus rugueuse (Figure S10, Tableau 1). Il a été précédemment démontré que les membranes avec une surface plus rugueuse sont plus sujettes à l'encrassement car la rugosité peut augmenter le risque d'interaction cellule-surface et améliorer l'adhérence des bactéries23,29. Quoi qu'il en soit, nos observations suggèrent que les nanoparticules de Pd et, dans une moindre mesure, les ions Pd, ont des effets antibactériens car la présence de Pd en combinaison avec le triazole, non seulement compense l'influence d'une topographie plus rugueuse, mais améliore également les effets antisalissures.

Pour conclure, les résultats de cette étude ont démontré que la modification 1,2,3-triazole peut inhiber la croissance bactérienne et diminuer la quantité de polysaccharides et de protéines. La membrane de triazole incrustée de nanoparticules de Pd a démontré un effet synergique dans ses effets antibactériens. Lorsqu'elles sont connectées à un bioréacteur à membrane aérobie, les membranes modifiées ont pu abaisser la pression transmembranaire et retarder le processus d'encrassement biologique de la membrane.

Six types de membranes en PSU ont été évalués dans cette étude. Celles-ci comprenaient quatre concentrations différentes de triazole (c'est-à-dire 0 %, 23 %, 49 % et 94 %) fonctionnalisées sur les membranes PSU et appelées PSU-TriN-0 %, PSU-TriN-23 %, PSU-TriN-49 %, PSU-TriN-94 % dans cette étude. En raison du fait que seule la membrane PSU-TriN-94% peut intégrer les ions Pd et les nanoparticules, les membranes PSU-TriN-94% contenant soit des ions palladium (PSU-TriN-Ions) soit des nanoparticules de palladium (PSU-TriN-NPs) ont été évalués dans cette étude. Le PSU-TriN avec différentes concentrations de triazole a été synthétisé sur la base d'une méthode publiée30. En bref, la polysulfone a été chlorométhylée en présence de cycles phényle et des cycles 1,4-disubstitués 1,2,3-triazole ont été incorporés par cycloaddition azide-alcyne catalysée par le cuivre (I). Les membranes PSU-TriN-0%, PSU-TriN-23%, PSU-TriN-49% et PSU-TriN-94% ont été fabriquées par séparation de phase induite par un non-solvant (c'est-à-dire de l'eau) et des solutions de polymère à 20% en poids dans du N, N-diméthylacétamide (DMAc). Dans toutes les synthèses, les films de solution polymère aussi épais que 200 µm ont été coulés sur le support non tissé en polyester. Les membranes PSU-TriN-Ions et PSU-TriN-NPs ont été fabriquées par séparation de phases induite par la complexation31 en utilisant de l'acétate de Pd(II) (Pd(OAc)2) comme source de palladium. En bref, un film de 200 μm de solution de polymère (20% en poids de PSU-TrN-94% en DMAc) a été coulé sur un support non tissé ; et le film de solution polymère résultant a été immergé pendant 3 s dans une solution 36 mM de Pd(OAc)2 dans du DMAc pour former la couche supérieure riche en palladium. Enfin, le polymère a été immergé dans un bain d'eau pour former le support poreux sans palladium. À ce stade, la membrane PSU-TriN-Ions a été obtenue. Une étape de réduction supplémentaire a été réalisée pour réduire les ions palladium en nanoparticules. Cette étape consistait à immerger PSU-TriN-Ions pendant 5 min dans une solution 0,05 M de tétrahydroborate de sodium (NaBH4), obtenant ainsi une membrane PSU-TriN-NPs. Les membranes PSU-TriN-NPs synthétisées de cette manière s'étaient auparavant avérées bien réparties uniquement sur la couche supérieure de la membrane polymère où se trouvent les précurseurs (c'est-à-dire le triazole)32. La couche uniforme de nanoparticules de Pd sur la surface de la membrane des PSU-TriN-NPs mais pas sur les membranes PSU-TriN-Ions est illustrée plus en détail dans les figures S10 et S11. Toutes les membranes ont été conservées dans de l'eau déminéralisée stérile avant utilisation.

Le microscope électronique à balayage (SEM) FEI Nova Nano et le microscope électronique à transmission (TEM) Titan 80–300 CT à champ sombre (Oregon, États-Unis) ont été utilisés pour observer la surface des membranes à 5 kV et 300 kV, respectivement. Le microscope TEM était également équipé d'un détecteur de spectroscopie à dispersion d'énergie des rayons X (EDS), d'une caméra à dispositif à couplage de charge et d'un filtre d'énergie post-colonne. Pour préparer l'échantillon pour SEM, un morceau d'échantillon de membrane a été séché à l'air puis fixé sur un talon plat en aluminium. De l'iridium d'une épaisseur de 3 nm a été pulvérisé sur la surface de la membrane par une coucheuse par pulvérisation K575X Emitech (Quorum Technologies, Royaume-Uni). Pour préparer l'échantillon pour TEM, les membranes ont été noyées dans une résine époxy à faible viscosité (Agar R1165) et durcies à 60 ° C pendant 24 h. Des coupes ultrafines (100 nm) ont été préparées avec un ultramicrotome (Leica EM UC6) et placées sur une grille en cuivre (180 mesh). La microscopie à force atomique (AFM) a été utilisée pour caractériser la topographie de surface de la membrane. La membrane séchée à l'air a été fixée sur une lame de verre. L'imagerie AFM a été réalisée par l'équipement Bruker Dimension ICON (Santa Barbara, CA, US) en mode soft tap. Pour chaque membrane, une image de 5 μm de largeur et 5 μm de longueur a été scannée. L'angle de contact a été mesuré pour quantifier l'hydrophilie des membranes par l'analyseur de forme EasyDrop (Krüss, Hambourg, Allemagne) en mode statique à température ambiante. De l'eau ultra-pure a été utilisée comme liquide de sondage et les valeurs moyennes ont été déterminées à partir de trois échantillons indépendants différents.

Un réacteur à biofilm goutte à goutte (DFR) (Biosurface Technologies, Bozeman, MT, US) a été utilisé pour établir un biofilm de monoculture sur les membranes. Les méthodes et les conditions étaient telles que décrites précédemment33,34. En bref, P. aeruginosa PAO1 a été inoculé dans 20 ml de bouillon LB (Lennox) (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-Unis) et la culture de croissance a été incubée dans un incubateur agitateur à 200 tr/min pendant 24 h à 37 ° C. Après cela, la culture bactérienne a été diluée avec du bouillon LB à une densité optique à 600 nm (OD600) de 0,07. Cette mesure de DO à une longueur d'onde de 600 nm correspond à une densité cellulaire approximative de 108 cellules/mL. Les membranes ont été fixées sur des coupons en polycarbonate et testées en double. Les coupons ont ensuite été placés dans des canaux individuels de DFR autoclavés et incubés pendant 10 h à 37 ° C. Pour les conditions anaérobies, 1 % de nitrate de potassium p/v a été ajouté au bouillon LB pour assurer la croissance de P. aeruginosa PAO1 en présence de nitrate comme accepteur d'électrons alternatif35. Les membranes ont été récoltées après 48 h de culture en présence d'un flux continu de 0,8 ml/min de bouillon LB en condition aérobie et après 72 h de culture en raison d'un taux de croissance plus lent en condition anaérobie. Deux runs sur le DFR en conditions aérobies et deux runs en conditions anaérobies ont été réalisés.

Un AeMBR à flux ascendant (UA) avec les mêmes conditions de fonctionnement que celles décrites précédemment a également été utilisé dans cette étude pour établir un consortium bactérien mixte sur les membranes. Trois modules externes à membrane plate à écoulement croisé (c'est-à-dire, PSU-TriN-0%, PSU-TriN-94%, PSU-TriN-NPs) ont été connectés au réacteur en série. Chaque membrane a été opérée avec un flux transmembranaire constant de 6 à 8 LM−2 h−1 (LMH) sous un temps de rétention hydraulique moyen (HRT) de 18,5 h. Toutes les membranes ont été récoltées simultanément lorsque l'une des trois membranes présentait un encrassement critique. Les produits microbiens solubles (SMP), y compris le perméat de chaque membrane et le rétentat dans le réacteur, ont été échantillonnés chaque semaine tout au long de l'opération sur la base du protocole décrit précédemment26. Deux essais sur l'AeMBR ont été effectués pour assurer la reproductibilité des résultats.

Pour les expériences DFR, les membranes en double dans chaque cycle ont été récoltées et manipulées de manière légèrement différente. En bref, une membrane a été lavée par 40 ml de PBS 1X pour éliminer le biofilm faiblement lié et la membrane a ensuite été conservée pour une analyse microscopique confocale ; et l'autre membrane a été placée dans 40 ml de PBS sans aucune étape de lavage préalable (c'est-à-dire que des biofilms faiblement et fortement liés ont été collectés). Les tubes contenant le biofilm lâchement lié et le biofilm total ont été ultrasoniqués individuellement pendant 3 min par un sonicateur Q500 (Qsonica, Newton, CT, USA) à une amplitude de 25 % avec des intervalles de pulsation de 2 s pour disperser le biofilm dans la suspension liquide. Les membranes ont ensuite été retirées de la suspension liquide. Une partie de la suspension a été utilisée pour le comptage des cellules vivantes et le polysaccharide Pel tandis que le reste a été filtré à travers une membrane d'acétate de cellulose de 0, 22 μm pour la caractérisation des polysaccharides et des protéines.

Pour les expériences AeMBR, chaque membrane récoltée d'une surface de 20 cm sur 2,5 cm a été coupée aseptiquement en trois parties égales. Chaque partie a été nommée entrée, milieu et sortie, respectivement, en fonction de la direction de l'écoulement des eaux usées. Chaque partie a ensuite été subdivisée pour la quantification de l'ATP et les mesures d'EPS soluble. Pour préparer les mesures d'EPS solubles, chaque sous-partie de membrane a été respectivement immergée dans 6 ml de PBS 1X. Les membranes ont été passées aux ultrasons d'une manière similaire à celle décrite précédemment. Les membranes ont ensuite été retirées et les suspensions restantes ont été centrifugées à 9400 g pendant 20 min avant filtration sur 0,22 μm d'acétate de cellulose. Les culots cellulaires obtenus après centrifugation ont été conservés pour extraction d'ADN et analyse de la communauté microbienne.

Deux méthodes ont été utilisées pour dénombrer les cellules vivantes dans le biofilm de monoculture établi sur les membranes PSU. Tout d'abord, 1 ml de la suspension liquide a été aliquote et dilué de 5000 à 7000 fois dans du PBS 1X pour la cytométrie en flux sur Accuri C6 (BD Bioscience, NJ, US). LIVE/DEAD® BacLightTM Bacterial Viability and Counting Kit (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, US) a été utilisé pour colorer les bactéries selon le protocole du fabricant. Brièvement, 300 μL du colorant iodure de propidium 2X: Syto9 avec des concentrations respectives de 30 μM et 6 μM ont été ajoutés à 300 μL de suspension liquide diluée et incubés à température ambiante et dans l'obscurité pendant 15 min avant la cytométrie en flux. Des échantillons colorés de 50 μL ont été injectés à un débit de 35 μL/min pour dénombrer les cellules avec des parois cellulaires intactes (c'est-à-dire des cellules vivantes). Deuxièmement, les membranes avec le biofilm fortement lié ont été colorées par le kit de viabilité et de comptage bactériens LIVE/DEAD® BacLightTM pendant 20 min. Zeiss LSM 710 (Carl Zeiss Microscopy GmbH, Iéna, Allemagne) avec objectif de grossissement 20X a été utilisé. Le balayage de l'image a été effectué avec la ligne laser à 488 nm et 561 nm d'un laser Ar/Kr. 7 images différentes pour chaque membrane ont été obtenues et les images ont été analysées par le logiciel Image J36. Lors de l'analyse, chaque image a été divisée en deux images selon les canaux rouge et vert des cellules mortes et vivantes, respectivement. Ensuite, les cellules mortes et les cellules vivantes ont été comptées individuellement pour déterminer le rapport vivant/mort a été calculé.

Pseudomonas aeruginosa PAO1 est capable de produire des exopolysaccharides Pel, Psl et alginate17. Ces exopolysaccharides sont importants pour fournir l'échafaudage structurel du biofilm par P. aeruginosa37 et devraient être les polysaccharides prédominants dans la matrice du biofilm en monoculture. Les polysaccharides ont été mesurés par coloration congo sur la base de la description précédente avec une légère modification. Brièvement, avant l'analyse, la suspension liquide a été brièvement vortexée pour assurer l'homogénéité du contenu. 10 mL de la suspension homogène ont été centrifugés à 9400 g pendant 10 min et éliminés de leur surnageant. Le culot cellulaire a été remis en suspension dans 10 mL de bouillon LB rouge congo à 40 mg/mL et incubé pendant 90 min dans un incubateur agitateur à 37 °C. Après cela, la suspension a été centrifugée à nouveau à 9400 g pendant 10 min et le surnageant a été mesuré pour sa DO490. Le rouge congo total absorbé dans le surnageant a été mesuré. Le bouillon LB contenant 5 mg/mL, 10 mg/mL, 20 mg/mL, 40 mg/mL et 80 mg/mL de rouge congo a également été testé par OD490 pour établir une courbe standard pour le calcul de la concentration congo dans le surnageant.

Le surnageant a d'abord été filtré à travers un filtre seringue de 0,22 μm (VWR US, Radnor, PA, US) avant la détermination de ses PN et PS. La PN a été quantifiée par Total Protein Kit, Micro Lowry, Peterson's Modification (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, US) basée sur la méthode de Lowry38, avec 0 μg/mL, 10 μg/mL, 20 μg/mL, 40 μg/mL et 80 μg/mL d'albumine sérique bovine (BSA) comme standard et mesurée en triple. La BSA est originaire de Nouvelle-Zélande et a été commercialisée par Sigma-Aldrich sous forme de poudre lyophilisée sous le numéro CAS 9048-46-8. PS a été déterminé par la méthode phénol-acide sulfurique. 0 μg/mL, 5 μg/mL, 10 μg/mL, 20 μg/mL, 40 μg/mL et 80 μg/mL de glucose ont été utilisés comme standards39. L'analyse du poids moléculaire (MW) des protéines dans le SMP et l'EPS a été réalisée sur un système HPLC Water BreezeTM 2 (Waters Chromatography, Milford, MA, US) sur la base des procédures décrites par Xiong et al.26.

L'adénosine triphosphate (ATP) et l'autoinducteur-2 (AI-2) ont été quantifiés pour mesurer la quantité de biomasse sur les membranes. La membrane de dimensions 1 cm sur 2,5 cm a été placée dans 2 ml d'eau désionisée, ultrasonique pendant 2 min à 25% d'amplitude avec des intervalles de pulsation de 2 s. La teneur en ATP de la suspension a été quantifiée par le kit de réactifs Celsis Amplified ATP TM sur un luminomètre Advance (Celsis, Westminster, Londres, Royaume-Uni) avec de l'eau déminéralisée comme contrôle négatif. Tous les échantillons ont été mesurés en triple. L'AI-2 de la suspension liquide des membranes récoltées a été déterminée sur la base d'un protocole précédent26.

L'ADN génomique des pellets obtenus à partir de l'extraction d'EPS soluble a été extrait par le kit UltraClean® Soil DNA Isolation (MoBio Laboratories, Carlsbad, USA) avec de légères modifications40. L'amplification par PCR des gènes d'ARNr 16S a été appliquée avec 515F (5'- Illumina overhang- GTGYCAGCMGCCGCGGTAA- 3') et 907R (5'- Illumina overhang- CCCCGYCAATTCMTTTRAGT- 3'). Tous les amplicons avaient la taille prévue d'environ 550 pb et le contrôle négatif n'a pas d'amplification. Les amplicons PCR ont été nettoyés par des billes AMPure XP (Beckman Coulter, CA, USA). Après cela, une PCR d'index a été réalisée pour attacher des indices doubles fournis par le kit d'index Nextera XT (Illumina Inc, San Diego, CA, USA) sur la base du protocole du fabricant. Les amplicons PCR indexés ont été nettoyés par des billes AMPure XP (Beckman Coulter, CA, USA). Les concentrations équimolaires des échantillons ont été mélangées et soumises au laboratoire KAUST Core pour le séquençage Illumina MiSeq. Les données de séquençage ont été traitées pour leur qualité et analysées selon la même approche que celle spécifiée dans l'étude précédente41.

Le degré de similitudes des communautés microbiennes attachées aux trois types de membranes a été analysé par Primer E version 742. En bref, les abondances des genres bactériens et archéens ont été entrées dans Primer E version 7 et transformées en racine carrée avant de calculer leurs similitudes Bray-Curtis. La matrice de similarités de Bray-Curtis a ensuite été utilisée pour construire un graphique de mise à l'échelle multidimensionnelle à seuil non métrique (nMDS) par analyse multivariée. Les cibles bactériennes qui présentaient une corrélation> 0, 7 avec les modèles multivariés sur le nMDS ont été superposées en tant que vecteurs. L'analyse ANOSIM a été utilisée pour déterminer si les grappes observées sur nMDS étaient significativement différentes. Tous les autres tests de signification ont été analysés par un test t bilatéral sur Microsoft Excel 2013 et Prism 6.

Tous les fichiers de séquençage à haut débit ont été déposés dans le Short Read Archive (SRA) de l'European Nucleotide Archive (ENA) sous le numéro d'accès à l'étude PRJEB12586.

Tous les protocoles expérimentaux ont été réalisés conformément aux directives approuvées et ont été approuvés par le Comité institutionnel de biosécurité et de bioéthique, KAUST.

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Les auteurs tiennent à remercier Moustapha Harb et le Dr Yanghui Xiong pour leur assistance technique et leurs conseils. Les auteurs expriment leur plus sincère gratitude au Dr Manuel A. Roldan du laboratoire central d'imagerie et de caractérisation KAUST pour avoir fourni une assistance technique dans l'acquisition des images STEM-EDX. Cette étude est soutenue par le financement KAUST CCF FCC/1/1971-06-01 attribué à P.-Y. Hong.

Institut des technologies vertes et intelligentes de Chongqing, Académie chinoise des sciences, Chongqing, 401122, Chine

Hong Cheng et Liyan Song

Biological and Environmental Sciences & Engineering Division (BESE), King Abdullah University of Science and Technology (KAUST), Water Desalination and Reuse Center (WDRC), Thuwal, 23955-6900, Arabie saoudite

Hong Cheng et Pei-Ying Hong

Division des sciences et de l'ingénierie biologiques et environnementales (BESE), Université des sciences et technologies du roi Abdallah (KAUST), Thuwal, 23955-6900, Arabie saoudite

Yihui Xie et Suzana Nunes

Division des sciences physiques et de l'ingénierie (PSE), King Abdullah University of Science and Technology (KAUST), Advanced Membrane and Porous Materials (AMPM), Thuwal, 23955-6900, Arabie saoudite

Luis Francisco Villalobos & Klaus-Viktor Peinemann

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HC et PYH ont conçu et conçu les expériences ; YX et LFV ont fabriqué les membranes et effectué la caractérisation microscopique des membranes ; HC a effectué l'échantillonnage et les expériences ; HC et PYH ont analysé les données ; PYH, LS, KVP et SN ont fourni des réactifs/matériels/outils d'analyse/main-d'œuvre ; HC et PYH ont contribué à la rédaction du manuscrit et à la préparation des figures. Tous les auteurs ont lu et approuvé cette soumission.

Les auteurs déclarent une absence d'intérêts financiers en compétition.

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Réimpressions et autorisations

Cheng, H., Xie, Y., Villalobos, L. et al. Effet antibiofilm renforcé par la modification de nanoparticules de 1,2,3-triazole et de palladium sur des membranes en polysulfone. Sci Rep 6, 24289 (2016). https://doi.org/10.1038/srep24289

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Reçu : 24 février 2016

Accepté : 24 mars 2016

Publié: 12 avril 2016

DOI : https://doi.org/10.1038/srep24289

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Microbiologie appliquée et biotechnologie (2017)

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